Спектрофлуориметр для кинетического спектрального анализа

Разработан лазерный спектрофлуориметр для спектрально-кинетического люминесцентного анализа, позволяющий регистрировать стационарные спектры флуоресценции и кинетику затухания флуоресценции по методу время-коррелированного счета одиночных фотонов во временном диапазоне 0.2—10000 нс. В качестве источников возбуждения флуоресценции применяются лазерные диоды (λ = 400.7, 451.6, 508.2, 657.9 и 759.3 нм) с возможностью регулировки частоты в диапазоне  0—20 МГц и длительностью импульсов на полувысоте 70—200 пc или с увеличенной в 50—100 раз световой мощностью и длительностью 1.5—3.0 нс, а также светодиоды (267.5, 305.0 и 368.1 нм)  с длительностью импульсов на полувысоте от 1.6 нс. В основе оптической схемы спектрофлуориметра — монохроматор-спектрограф с двумя выходными портами, на которых установлены КМОП-детектор и фотоэлектронный умножитель. В монохроматорном режиме спектрофлуориметр позволяет регистрировать свечение в диапазоне 200—900 нм, в полихроматорном — 200—1000 нм. Управление основными узлами осуществляется из единого программного обеспечения, в которое входит разработанный программный модуль “ФлуоТау” для анализа кинетики затухания флуоресценции.  Модуль позволяет аппроксимировать зарегистрированную кинетику затухания флуоресценции суммой до пяти экспонент, имеет широкие возможности предварительной обработки и настройки модели аппроксимации данных. На основе экспериментальных результатов для восьми образцов сделан вывод, что спектрофлуориметр позволяет измерять длительность затухания свечения в диапазоне 0.2—10000 нс с временным разрешением <0.1 нс.

1. J. R. Lakowicz. Principles of Fluorescence Spectroscopy, Boston, Springer US (2006), https://doi.org/10.1007/978-0-387-46312-4

2. B. Valeur, J. C. Brochon. New Trends in Fluorescence Spectroscopy: Applications to Chemical and Life Sciences, Springer Science & Business Media (2012), https://doi.org/10.1007/978-3-642-56853-4

3. R. Cundall. Time-Resolved Fluorescence Spectroscopy in Biochemistry and Biology, Springer Science & Business Media (2013), https://doi.org/10.1007/978-1-4757-1634-4

4. M. Hof, R. Hutterer, V. Fidler. Fluorescence Spectroscopy in Biology: Advanced Methods and their Applications to Membranes, Proteins, DNA, and Cells, Springer Science & Business Media (2005), https://doi.org/10.1007/b138383

5. M. Y. Berezin, S. Achilefu. Chem. Rev., 110, N 5 (2010) 2641—2684, https://doi.org/10.1021/cr900343z

6. P. Sarder, D. Maji, S. Achilefu. Bioconjugate Chem., 26, N 6 (2015) 963—974, https://doi.org/10.1021/acs.bioconjchem.5b00167

7. D. Cavazos‐Elizondo, A. Aguirre‐Soto. Analysis and Sensing, 2, N 5 (2022) e202200004, https://doi.org/10.1002/anse.202200004

8. Advanced Time-Correlated Single Photon Counting Applications, Ed. W. Becker, Springer International Publishing (2015), https://doi.org/10.1007/978-3-319-14929-5

9. L. Marcu. Ann. Biomed. Eng., 40 (2012) 304—331, https://doi.org/10.1007/s10439-011-0495-y

10. L. Marcu, P. M. W. French, D. S. Elson. Fluorescence Lifetime Spectroscopy and Imaging: Principles and Applications in Biomedical Diagnostics, CRC Press (2015)

11. D. Gorpas, L. Marcu. Fluorescence Lifetime Spectroscopy and Imaging Techniques in Medical Applications. In: Olivo, M., Dinish, U. (Eds.) Frontiers in Biophotonics for Translational Medicine. Progress in Optical Science and Photonics, vol. 3, Springer, Singapore (2015), https://doi.org/10.1007/978-981-287-627-0_1

12. D. O’Connor. Time-Correlated Single Photon Counting, Academic Press (1984)

13. D. J. S. Birch, R. E. Imhof. Time-Domain Fluorescence Spectroscopy Using Time-Correlated SinglePhoton counting, Springer US (1991), https://doi.org/10.1007/0-306-47057-8_1

14. W. Becker. Advanced Time-Correlated Single Photon Counting Techniques, Springer Science & Business Media (2005), https://doi.org/10.1007/3-540-28882-1

15. E. S. Voropai, K. F. Ermalitskaia, F. A. Ermalitski, A. E. Rad’ko, N. V. Rzheutsky, M. P. Samtsov. Instruments and Experimental Techniques, 65, N 1 (2022) 83—88, https://doi.org/10.1134/S0020441222010213

16. Е. С. Воропай, Ф. А. Ермалицкий, А. Е. Радько, М. П. Самцов. Приборы и техника эксперимента, № 1 (2020) 151—152, https://doi.org/10.31857/S0032816222010232

17. D. Bryce-Smith, M. A. West. Developments in Instrumentation and Techniques, London Chemical Society (1973)

18. A. Grinvald. Anal. Biochem., 75 (1976) 260—280, https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90077-4

19. T. Murao. Appl. Opt., 21, N 13 (1982) 2297—2298, https://doi.org/10.1364/AO.21.002297

20. N. Boens, Wenwu Qin, Nikola Basarić, J. Hofkens, M. Ameloot, Jacques Pouget, Jean Pierre Lefèvre, Bernard Valeur, Enrico Gratton, Martin vanDeven, Norberto D Silva, Yves Engelborghs, Katrien Willaert, Alain Sillen, Garry Rumbles, David Phillips, Antonie J. W. G. Visser, Arie Van Hoek, Joseph R. Lakowicz, Henryk Malak, Ignacy Gryczynski, Arthur G. Szabo, Don T. Krajcarski, Naoto Tamai, Atsushi Miura. Anal. Chem., 79, N 5 (2007) 2137—2149, https://doi.org/10.1021/ac062160k

21. H. Lemmetyinen, N. V. Tkachenko, B. Valeur, J. I. Hotta, M. Ameloot, N. P. Ernsting, T. Gustavsson, N. Boens. Pure and Appl. Chem., 86, N 12 (2014) 1969—1998, https://doi.org/10.1515/pac-20130912

22. А. Гордон, Р. Форд. Спутник химика, Москва, Мир (1976)

23. D. Magde, G. E. Rojas, P. G. Seybold. Photochem. Photobiol., 70, N 5 (1999) 737—744, https://doi.org/10.1111/j.1751-1097.1999.tb08277.x

24. A. Harriman, G. Luengo, K. S. Gulliya. Photochem. Photobiol., 52, N 4 (1990) 735—740, https://doi.org/10.1111/j.1751-1097.1990.tb08674.x

25. P. F. Moulton. JOSA B, 3, N 1 (1986) 125—133, https://doi.org/10.1364/JOSAB.3.000125

26. L. M. B. Hickey, E. Martins, J. E. Román, W. S. Brocklesby, J. S. Wilkinson. Opt. Lett., 21, N 8 (1996) 597—599, https://doi.org/10.1364/OL.21.000597

27. M. Levitus, S. Ranjit. Quarterly Rev. Biophys., 44, N 1 (2011) 123—151, https://doi.org/10.1017/s0033583510000247

28. М. П. Самцов, Д. С. Тарасов, Е. С. Воропай. Журн. прикл. спектр., 90, № 5 (2023) 738—746 [M. P. Samtsov, D. S. Tarasov, E. S. Voropay. J. Appl. Spectr., 90 (2023) 1029—1036], https://doi.org/10.1007/s10812-023-01628-1

29. М. П. Самцов, С. А. Тихомиров, Л. С. Ляшенко, Д. С. Тарасов, О. В. Буганов, В. А. Галиевский, А. С. Сташевский, Е. С. Воропай. Журн. прикл. спектр., 80, № 2 (2013) 177—182 [M. P. Samtsov, S. A. Tikhomirov, L. S. Lyashenka, D. S. Tarasau, O. V. Buganov, V. A. Galievsky, A. S. Stasheuski, E. S. Voropay. J. Appl. Spectr., 80 (2013) 170—175], https://doi.org/10.1007/s10812-013-9741-4

30. М. П. Самцов, Е. С. Воропай, К. Н. Каплевский, Д. Г. Мельников. Журн. прикл. спектр., 75, № 5 (2008) 684—693 [M. P. Samtsov, E. S. Voropai, K. N. Kaplevskii, D. G. Mel’nikov. J. Appl. Spectr., 75, N 5 (2008) 692—699], https://doi.org/10.1007/s10812-008-9102-x

31. N. V. Kozobkova, M. P. Samtsov, A. P. Lugovski, N. V. Bel’ko, D. S. Tarasov, A. S. Kaprelyants, A. P. Savitsky, M. O. Shleeva. Int. J. Mol. Sci., 25, N 15 (2024) 8505, https://doi.org/10.3390/ijms25158505

32. Д. С. Тарасов, М. П. Самцов, Ю. И. Ощепкова, А. П. Луговский, Е. С. Воропай. Журн. прикл. спектр., 91, № 2 (2024) 273—280 [D. S. Tarasov, M. P. Samtsov, Yu. I. Oshchepkova, A. P. Lugovski, E. S. Voropay. J. Appl. Spectr., 91 (2024) 349—356], https://doi.org/10.1007/s10812-024-01727-7